Сельскохозяйственная биология, 2011, № 3, с. 34-41.

УДК 631.46:579.64:581.557:581.138.1:576.08

КЛЕТОЧНЫЕ МЕХАНИЗМЫ РАЗВИТИЯ СИМБИОТИЧЕСКИХ КЛУБЕНЬКОВ У БОБОВЫХ РАСТЕНИЙ (обзор)

А.В. ЦЫГАНОВА¹, А.Б. КИТАЕВА¹, Н.ДЖ. БРЕВИН², В.Е. ЦЫГАНОВ¹

Рассмотрены некоторые клеточные механизмы, лежащие в основе развития симбиотического клубенька на разных стадиях. Особое внимание уделено изменениям в организации элементов цитоскелета — тубулиновых микротрубочек и актиновых микрофиламентов. Описана роль молекулярных взаимодействий гликоконъюгатов клеточных поверхностей ризобий и растительных клеток в процессе роста инфекционной нити. Обсуждается участие перекиси водорода в развитии клубенька.

Ключевые слова: бобово-ризобиальный симбиоз, симбиотический клубенек, инфекционная нить, бактероид, тубулиновые микротрубочки, актиновые микрофиламенты, арабиногалактанпротеины-экстензины, перекись водорода.

Симбиотический клубенек на корнях бобовых представляет собой новый орган растения. Здесь создаются оптимальные микроаэробные условия для интенсивно дышащих бактероидов, что предохраняет от окисления ключевой фермент азотфиксации — нитрогеназу, крайне чувствительную к кислороду. Также в клубеньке происходит ассимиляция продуктов азотфиксации. Перечисленные функции определяют особенности развития и строения симбиотического клубенька. Рассмотрим клеточные механизмы, лежащие в основе развития симбиотического клубенька, с привлечением результатов наших собственных исследований развития недетерминированного клубенька у гороха посевного — Pisum sativum L.
Ф о р м и р о в а н и е  с и м б и о т и ч е с к о г о  к л у б е н ь к а. Процесс инфекции специфичен для вида растения-хозяина и штамма клубеньковых бактерий. Специфичность в основном определяется продукцией ризобиальных сигнальных молекул — липохитоолигосахаридов, называемых Nod-факторами. Nod-факторы запускают программу развития клубенька (1). Со стороны растений во взаимодействии участвуют специфичные LysM-рецепторподобные киназы, для которых характерно наличие внеклеточного LysM домена, воспринимающего Nod-фактор, и внутриклеточного киназного домена, обеспечивающего дальнейшую передачу сигнала (2). Наиболее изученный вид инфекции включает в себя формирование инфекционной нити в скрученном корневом волоске, через которую ризобии передвигаются до клубенькового примордия в коре корня (3).
Различают два типа развития симбиотических клубеньков — детерминированный и недетерминированный. Инициация недетерминированного (с постоянной меристематической активностью) клубенька включает две серии событий, происходящих одновременно. Одна начинается в корневом эпидермисе с активации и скручивания корневого волоска, инициации инфекционной нити, роста инфекционной нити, реактивации клеток наружных слоев коры и вхождения их в клеточный цикл, в результате чего формируются прединфекционные нити, другая — в перицикле и клетках внутренних слоев коры в области напротив протоксилемных полюсов, где дедифференциация сопровождается клеточными делениями с формированием клубенькового примордия (4). В детерминированном клубеньке клеточные деления инициируются в наружных слоях коры и меристема функционирует ограниченное время. Бактерии в основном распространяются в результате деления уже инфицированных клеток наружных слоев коры.
В недетерминированном клубеньке инфекционные нити могут расти как в межклетниках, так и проникать сквозь клетки (рис. 1, А). Достигнув клубенькового примордия, нити инфицируют цитоплазму растительной клетки посредством эндоцитоза бактерий из специфических выростов нити, лишенных клеточной стенки и называемых инфекционными каплями (5, 6) (см. рис. 1, Б). Эндоцитировавшиеся бактерии окружены мембраной, называемой перибактероидной, или симбиосомной (см. рис. 1, В). Происходит дифференциация бактерий в специализированные формы — бактероиды (7), которые отличаются от бактерий увеличением в размерах, уменьшением электронной плотности матрикса, а также характерной X- и Y-образной формой (см. рис. 1, В). Бактероид, окруженный симбиосомной мембраной, называется симбиосомой (8), которая по сути представляет собой новую органеллу, выполняющую специфическую функцию фиксации атмосферного азота в аммоний (9, 10). Инфицированные клетки увеличиваются в размерах (см. рис. 1, Е) и претерпевают процесс эндоредупликации, в результате которого количество ДНК увеличивается до 64С (11).

говатой формы, в котором можно выделить различные зоны: меристему, зону инфекции, зону азотфиксации (см. рис. 1, Е), а позднее — зону старения.
С к р у ч и в а н и е  к о р н е в о г о  в о л о с к а.Как уже отмечалось, под воздействием Nod-факторов происходят деформации и скручивания корневых волосков, которые обеспечиваются активными изменениями в организации элементов актинового и тубулинового цитоскелета. Растущие корневые волоски содержат пучки актиновых микрофиламентов внутри тяжей цитоплазмы, расположенных вокруг центральной вакуоли и ориентированных от основания волоска к его кончику. Актиновый цитоскелет обеспечивает движение цитоплазмы и локальный экзоцитоз везикул в кончике корневого волоска (12-14). По мере приближения к кончику корневого волоска актиновые микрофиламенты уменьшаются в диаметре, образуя сеть тонких филаментов (FB-актин) на самом кончике корневого волоска, где наблюдается свободная от актиновых микрофиламентов зона (2-6 мкм) (12). В то же время есть данные, что на кончике корневого волоска имеется очень динамичная система актиновых микрофиламентов (14, 15). Было показано, что через несколько минут после воздействия Nod-фактора здесь происходит деполимеризация актиновых микрофиламентов, однако через 30-60 мин актиновый цитоскелет восстанавливается, несмотря на продолжающееся действие Nod-фактора (16). Более поздние исследования продемонстрировали отсутствие нарушений в движении цитоплазмы, полностью зависящем от наличия функционирующего актинового цитоскелета, под действием Nod-факторов (17), что поставило под сомнение дезинтеграцию актиновых микрофиламентов. Еще одни авторы описали увеличение числа пучков актиновых микрофиламентов спустя 3-5 мин после добавления Nod-фактора. В формирующемся вздутии корневого волоска пучки актиновых микрофиламентов располагаются в различных направлениях, что указывает на отсутствие полярного роста (12). В одном из участков вздутия происходит накопление актина, в дальнейшем здесь возобновляется рост корневого волоска, сохраняющий свойственную для растущего волоска организацию актиновых микрофиламентов (12).
На всех стадиях в корневом волоске наблюдается густая сеть кортикальных микротрубочек, расположенных параллельно оси его роста. В процессе роста микротрубочки не достигают кончика корневого волоска и сходятся в нем лишь после остановки роста волоска (18). Эндоплазматические микротрубочки формируют сеть, соединяющую кончик корневого волоска и ядро (19). В растущих корневых волосках Nod-факторы вызывают укорочение сети эндоплазматических микротрубочек, которая восстанавливается через 10 мин, причем изменений в организации кортикальных микротрубочек не наблюдается. В волосках с остановленным ростом после добавления Nod-фактора эндоплазматические микротрубочки деполимеризуются и вновь полимеризуются спустя 20 мин, в то время как кортикальные трубочки также остаются без изменений. Такие волоски в дальнейшем формируют вздутия, из которого начинается новый рост корневого волоска под определенным углом к предыдущему вектору роста (19), то есть вызываемая Nod-фактором деполимеризация эндоплазматических микротрубочек коррелирует с потерей прежней полярности роста кончика корневого волоска, а их полимеризация — с появлением нового направления роста.

Рост инфекционной нити начинается в корневом волоске, при этом микротрубочки, как отмечалось, связывают кончик инфекционной нити с ядром. Инфекционная нить покрыта сетью расположенных продольно микротрубочек (рис. 2, А). Предполагается, что эта сеть обеспечивает полярный рост и служит шаблоном для формирования инфекционной нити (20). Роль актиновых микрофиламентов в развитии инфекционной нити до сих пор не изучена (20). Рост нити связан с молекулярным взаимодействием гликоконъюгатов клеточных поверхностей ризобий и растительных клеток (6, 9, 21). Со стороны бактериальных клеток большую роль в поддержании роста инфекционной нити играют бактериальные экзо- и липополисахариды, капсулярные полисахариды, циклические глюканы (22). Мутанты по генам, кодирующим перечисленные ризобиальные компоненты, формируют псевдоклубеньки, характеризующиеся остановкой развития инфекционных нитей в корневых волосках, или неэффективные клубеньки (22). В то же время бобовые растения синтезируют сложный кополимер, называемый арабиногалактанпротеин-экстензином, который состоит из повторяющихся арабиногалактанпротеинов и экстензиновых мотивов (6, 23). Арабиногалактанпротеины составляют класс белков, богатых гидроксипролином, которые связаны с клеточной поверхностью растений. Арабиногалактанпротеин-экстензин — один из основных компонентов матрикса инфекционной нити, секретируемый растительными клетками (6, 23, 24) (см. рис. 2, В). Мы показали, что у неэффективных мутантов с нарушениями роста инфекционных нитей арабиногалактанпротеин-экстензин присутствовал не только в матриксе инфекционных нитей, но и в межклеточном матриксе, окружающем инфицированные клетки растения-хозяина. По-видимому, это свидетельствует о нарушении направленной секреции арабиногалактанпротеин-экстензина как результате аномального роста инфекционных нитей (24).
Активные формы кислорода, в частности перекись водорода, выявлялись в инфекционных нитях клубеньков люцерны, гороха и Sesbaniarostrata (25-27). Причем у S. rostrata Н₂О₂ вовлечена в сигнальный каскад, ведущий к формированию симбиотических клубеньков (26). Предполагается, что Н₂О₂, присутствующая в инфекционных нитях, может участвовать в перекрестном связывании арабиногалактанпротеин-экстензинов, повышая плотность матрикса нити (6, 23). В симбиотических клубеньках гороха исходной линии SGE отложение преципитатов пергидроксида церия в зонах инфекции и азотфиксации наблюдалось в клеточных стенках инфицированных клеток и в стенках инфекционных нитей, а также в матриксе зрелых нитей и инфекционных каплях (28) (см. рис. 2, Г).
Р а з в и т и е  к л у б е н ь к о в о г о  п р и м о р д и я.Одновременно с индукцией скручивания корневых волосков и ростом инфекционной нити в недетерминированном клубеньке индуцируется деление клеток перицикла и прилежащих внутренних слоев коры, в детерминированном — ее внешних слоев. У Medicagotruncatula первые изменения в организации микротрубочек наблюдали в клетках перицикла через 16-18 ч после инокуляции (4). Эндоплазматические микротрубочки окружают расположенное в центре клетки ядро. В клетках внутренних слоев коры также отмечены изменения. Увеличивается число микротрубочек вокруг ядра и формируются отходящие от него радиальные тяжи эндоплазматических микротрубочек. Кортикальные микротрубочки начинают располагаться случайным образом. Эти изменения приводят к изодиаметрической организации клеток, которые в дальнейшем претерпевают сначала антиклинальные, а потом периклинальные деления, формируя клубеньковый примордий (4).
Э н д о ц и т о з  б а к т е р и й  и  д и ф ф е р е н ц и а ц и я  с и м б и о-
с о м. Из инфекционной капли бактерии высвобождаются в цитоплазму растительной клетки индивидуально, окруженные симбиосомной мембраной. Этот процесс описывают как сходный с эндоцитозом (29). Предполагается, что в формировании симбисомной мембраны задействованы четыре механизма транспорта белков (30). Белки могут синтезироваться на свободных рибосомах в цитоплазме и включаться в симбиосомную мембрану с помощью N-терминальных сигнальных пептидов. Возможен также синтез в рибосомах, связанных с эндоплазматическим ретикулумом (ЭПР), и последующая модификация гликозилированием или добавлением GPI якоря в ЭПР (продукты транспортируются в аппарат Гольджи и секретируются в симбиосомные мембраны посредством транспортных везикул с помощью синтаксинов). Кроме того, вероятен транспорт белков в симбиосомы прямо из мембран ЭПР. Наконец, часть белков может поступать из бактероидов. До сих пор не описаны изменения в организации элементов цитоскелета в процессе эндоцитоза бактерий (18). Недавно у M. truncatula выявлен реморин SYMREM1, локализующийся в инфекционной нити, инфекционной капле и симбиосомной мембране и осуществляющий функции адапторного белка, определяющего пространственную организацию симбиотических сигнальных комплексов при эндоцитозе (32).
В последнее время описаны факторы растения, обусловливающие окончательную дифференциацию бактерий в бактероиды, связанную с остановкой цитокинеза при продолжающемся синтезе ДНК, приводящем к увеличению размеров и полиплоидизации бактерий, а также к повышению проницаемости мембран (33, 34). У M. truncatula ими оказались клубенек-специфичные цистеин-богатые (NCR) пептиды. Было показано, что эти пептиды проникают в цитоплазму бактероидов и связываются с бактероидной мембраной. В клубеньках экспрессирующих NCR трансгенных растений Lotusjaponicus, формирующих детерминированные клубеньки, в бактероидах наблюдались морфологические изменения, свойственные для окончательно дифференцированных бактероидов M. truncatula. Примечательно, что NCR пептиды напоминают антимикробные пептиды, что может свидетельствовать об адаптации исходной иммунной системы бобовых растений в процессе эволюции симбиоза с клубеньковыми бактериями для контроля над ними. Вероятно, такая дифференциация бактерий позволяет избежать использования углерода растения-хозяина для создания его запасов в бактериях (33). Примечательно, что мутант гороха по гену sym40 с нарушениями дифференциации бактероидов характеризуется повышенным отложением крахмала (31). Кроме того, модификация мембраны, вызываемая NCR пептидами и ведущая к увеличению ее проницаемости, может иметь адаптивный эффект при старении симбиотических клубеньков, облегчая их реутилизацию растением (33).
Д и ф ф е р е н ц и а ц и я  т к а н е й  к л у б е н ь к а.В клубеньках у M. truncatula и P. sativum наблюдаются масштабные перестройки тубулинового цитоскелета (активная дезорганизация в зоне инфекции) (35, 36). В проксимальной части зоны формируется новый тубулиновый цитоскелет, в котором микротрубочки ориентированы радиально и перпендикулярно клеточной стенке инфицированных клеток и параллельно бактероидам (35). Таким образом, изменения тубулинового цитоскелета специфичны для процесса формирования симбиотического клубенька и связаны с необходимостью пространственной организации бактероидов (35). В зоне азотфиксации микротрубочки ассоциированы с симбиосомами (35, 36) (см. рис. 2, Б). У бобовых Macroptiliumatropurpureum (35) и сои (38) с детерминированными клубеньками в инфицированных клетках симбиосомы располагаются случайным образом, при этом цитоплазматические микротрубочки немногочисленны или отсутствуют. Описана реорганизация актиновых микрофиламентов при развитии клубеньков у гороха (37). Показано, что в недавно инфицированных клетках актиновые микрофиламенты ассоциируются с ядром, располагаются вдоль тяжей цитоплазмы, вдоль вакуоли, а также диффузно в кортикальном слое клетки. В зрелых инфицированных клетках сеть цитоплазматических актиновых микрофиламентов, ориентированных в разных направлениях, является основной. Она хорошо развита во всех частях цитоплазмы клетки и может взаимодействовать с бактероидами и органеллами.
З а щ и т н ы е  р е а к ц и и  п р и  н е э ф ф е к т и в н о м  с и м б и о з е. Показано, что даже при развитии клубеньков у растений дикого типа число инвазий значительно превышает число формируемых клубеньков (39), что свидетельствует о строгой регуляции числа формируемых клубеньков с помощью защитных реакций растения (3). Растение-хозяин также постоянно контролирует эффективность формирования и функционирования симбиотических клубеньков. При неэффективном симбиозе со стороны растения проявляются различные защитные реакции. Следует отметить, что большинство симбиотических мутантов гороха с неэффективными клубеньками характеризуются увеличенным по сравнению с диким типом числом клубеньков (31, 40), что можно рассматривать как компенсаторный ответ растения на неэффективный симбиоз. Лишь в единичных случаях неэффективность симбиоза приводит к снижению числа клубеньков (31).

щитных реакций — преждевременная деградация симбиотических структур, или раннее старение (рис. 3, А). В результате происходит разрушение гемовой части леггемоглобина, что приводит к изменению цвета клубенька с розового на зеленый (41). Можно предположить, что, как и в случае возрастного старения клубенька, в результате активности ферментов катаболизма происходит высвобождение из деградировавших бактероидов и клеток клубенька питательных веществ и их дальнейших отток в растение (42, 43), хотя это еще требует изучения. У гороха подобная защитная реакция проявляется у мутантов по пяти генам — sym13, sym25, sym26, sym27 и sym42 (44). У мутанта по гену sym42 наряду с преждевременной деградацией симбиотических структур описан интенсивный синтез и отложение каллозы и пектинов (45) вокруг стенок инфекционных нитей, которые в результате чрезвычайно утолщаются (см. рис. 3, Б, В). Этот мутантный фенотип уникален для бобовых, поскольку обычно отложения каллозы наблюдаются при проявлении защитной реакции на патогены (46). Таким образом, в определенных условиях ризобии воспринимаются растением как патогены. У мутантов гороха по гену sym33 также происходило формирование утолщенных стенок инфекционных нитей (31). Однако его механизм другой и не связан с интенсивным синтезом каллозы (см. рис. 3, Г). Такие нити в основном не способны эндоцитировать ризобии в цитоплазму растительной клетки, хотя у них и образуются инфекционные капли (47). Характерная черта этих нитей — высокая степень скрученности, вследствие чего нить занимает значительный объем клетки (см. рис. 3, Д). Одновременно отмечается интенсивная суберинизация клеток клубенька, отделяющих зону с заполненными инфекционной нитью клетками (см. рис. 3, Е). Еще одним проявлением защитных реакций в неэффективных клубеньках служит окислительный стресс. У неэффективного мутанта гороха SGEFix--1 (sym40), образующим аномальные гипертрофированные инфекционные нити и капли, мы наблюдали отложение преципитатов пергидроксида церия на бактериальных мембранах ювенильных бактероидов, недавно эндоцитированных в растительные клетки (28).
В целом следует отметить, что в последние годы достигнуты огромные успехи в выявлении молекулярно-генетических механизмов, лежащих в основе развития симбиотического клубенька бобовых растений на ранних стадиях (48). В то же время о клеточных механизмах симбиоза, несмотря на многолетние исследования, известно немногое. Только примерно 10 лет назад показано, что инициация клеточных делений в недетерминированном клубеньке инициируется в перицикле (4). Совсем недавно продемонстрировано, что в недетерминированном клубеньке клетки, содержащие инфекционную нить, способны к пролиферации (49). С использованием химерных генов AtCERK1 (кодирует рецептор хитина) и LjNFR1 (кодирует один из рецепторов Nod-фактора) обнаружено, что несколько аминокислотных замен в киназном домене рецептора AtCERK1 запускают сигнальный каскад, приводящий к формированию симбиотических клубеньков у мутанта nfr1, что служит еще одним доказательством вовлечения генов, контролирующих ответные реакции растения на атаку патогенов, в эволюцию симбиоза бобовых растений с клубеньковыми бактериями (50).
Итак, к важным достижениям в изучении клеточных механизмов развития симбиотического клубенька следует отнести выявление роли реорганизации элементов цитоскелета в поддержании роста инфекционной нити и расположения симбиосом в инфицированной клетке, а также одного из механизмов этого роста, основанного на перекрестном связывании арабиногалактанпротеин-экстензинов с помощью Н₂О₂. Исследования неэффективного симбиоза позволяют обнаружить факторы растения, которым должны противостоять бактерии, формирующие эффективные клубеньки. В связи с этим интерес представляют данные, указывающие, что растение может воспринимать ризобий как патогенов.

Л И Т Е Р А Т У Р А

1. D é n a r i é  J.,  D e b e l l é  F.,  P r o m e  J.-C. Rhizobium lipo-chitooligosaccharide nodulation factors: Signaling molecules mediating recognition and morphogenesis. Ann. Rev. Biochem., 1996, 65: 503-535.
2. G e u r t s  R.,  F e d o r o v a  E.,  B i s s e l i n g  T. Nod factor signaling genes and their function in the early stages of Rhizobium infection. Curr. Opin. Plant Biol., 2005, 8: 346-352.
3. G a g e  D.J. Infection and invasion of roots by symbiotic, nitrogen-fixing rhizobia during nodulation of temperate legumes. Microbiol. Mol. Biol. Rev., 2004, 68: 208-300.
4. T i m m e r s  A.C.J.,  A u r i a c  M.C.,  T r u c h e t  G. Refined analysis of early symbiotic steps of the Rhizobium—Medicago interaction in relationship with microtubular cytoskeleton rearrangements. Development, 1999, 126: 3617-3628.
5. N e w c o m b  W. A correlated light and electron microscopic study of symbiotic growth and differentiation in Pisum sativum root nodules. Can. J. Bot., 1976, 54: 2163-2186.
6. B r e w i n  N.J. Plant cell wall remodelling in the Rhizobium-legume symbiosis. Crit. Rev. Plant Sci., 2004, 23: 1-24.
7. S u t t o n  W.D.,  P a n k h u r s t  C.E.,  C r a i g  A.S. The Rhizobium bacteroid state. In: International review of cytology (S. 13) /G.H. Bourne, J.F. Danielli (eds.). N.Y., 1981: 149-177.
8. R o t h  L.T.,  S t a c e y  G. Bacterium release into host cells of nitrogen-fixing soybean nodules: the symbiosome membrane comes from three sources. Eur. J. Cell Biol., 1989, 49: 13-23.
9. B r e w i n  N.J. Development of the legume root nodules. Ann. Rev. Cell Dev. Biol., 1991, 7: 191-226.
10. M y l o n a  P.,  P a w l o w s k i  K.,  B i s s e l i n g  T. Symbiotic nitrogen fixation. Plant Cell, 1995, 7: 869-895.
11. K o n d o r o s i  E.,  K o n d o r o s i  A. Endoreduplication and activation of the anaphase-promoting complex during symbiotic cell development. FEBS Lett., 2004, 567: 152-157.
12. M i l l e r  D.D.,  D e  R u i j t e r  N.C.A.,  B i s s e l i n g  T.,  E m o n s  A.M.C. The role of actin in root hair morphogenesis: studies with lipochitooligosaccharide as a growth stimulator and cytochalasin as an actin perturbing drug. Plant J.,1999, 17: 141-154.
13. D e  R u i j t e r  N.C.A.,  B i s s e l i n g  T.,  E m o n s  A.M.C. Rhizobium Nod factors induce an increase in subapical fine bundles of actin filaments in Vicia sativa root hairs within minutes. Mol. Plant-Microbe Interact., 1999, 12: 829-832.
14. V o i g t  B.,  T i m m e r s  A.C.J.,  S a m a j  J. e.a. GFP-FABD2 fusion construct allows in vivo visualization of the dynamic actin cytoskeleton in all cells of Arabidopsis seedlings. Eur. J. Cell Biol.,2005, 84: 595-608.
15. B a l u š k a  F.,  S a m a j  J.,  M a t h u r  J. e.a. Root hair formation: F-actin-dependent tip growth is initiated by local assembly of profilin supported F-actin meshworks accumulated within expansin-enriched bulges. Dev. Biol.,2000, 227: 618-632.
16. C á r d e n a s  L.,  V i d a l i  L.,  D o m í n g u e z  J. e.a. Rearrangement of actin microfilaments in plant root hairs responding to Rhizobium etli nodulation signals. Plant Physiol.,1998, 116: 871-877.
17. S i e b e r e r  B.,  E m o n s  A.M.C. Cytoarchitecture and pattern of cytoplasmic streaming in root hairs of Medicago truncatula during development and deformation by nodulation factors. Protoplasma,2000, 214: 118-127.
18. T i m m e r s  A.C.J.,  V a l l o t t o n  P.,  H e y m  C. e.a. Microtubule dynamics in root hairs of Medicago truncatula. Eur. J. Cell Biol., 2007, 86: 69-83.
19. S i e b e r e r  B.J.,  T i m m e r s  A.C.J.,  E m o n s  A.M.C. Nod factors alter the microtubule cytoskeleton in Medicago truncatula root hairs to allow root hair orientation. Mol. Plant-Microbe Interact., 2005, 18: 1195-1204.
20. T i m m e r s  A.C.J. The role of the plant cytoskeleton in the interaction between legumes and rhizobia. J. Microsc., 2008, 231: 247-256.
21. V a n  d e n  B o s c h  K.A.,  B r a d l e y  D.J.,  K n o x  J.P. e.a. Common components of the infection thread matrix and intercellular space identified by immunocytochemical analysis of pea nodules and uninfected roots. EMBO J., 1989, 8: 335-342.
22. K r i s h n a n  H.B.,  B e n n e t t  J.O. Rhizobium-legume symbioses: molecular signals elaborated by rhizobia that are important for nodulation. In: Plant associated bacteria /S.S. Gnanamanickamd (ed.). Springer-Verlag, Berlin Heidelberg, 2006: 57-104.
23. R a t h b u n  E.A.,  N a l d r e t t  M.J.,  B r e w i n  N.J. Identification of a family of extension-like glycoproteins in the lumen of Rhizobium-induced infection threads in pea root nodules. Mol. Plant-Microbe Interact., 2002, 15: 350-359.
24. Ц ы г а н о в а  А.В.,  Ц ы г а н о в  В.Е.,  Ф и н д л и  К.К. и др. Распределение арабиногалактанпротеинов-экстензинов в клубеньках мутантов гороха (Pisumsativum L.) с нарушениями в развитии инфекционной нити. Цитология, 2009, 51(1): 53-62.
25. S a n t o s  R.,  H e r o u a r t  D.,  S i g a u d  S. e.a. Oxidative burst in alfalfa—Sinorhizobium meliloti symbiotic interaction. Mol. Plant-Microbe Interact., 2001, 14: 86-89.
26. D ’H a e z e  W.,  D e  R y c k e  R.,  M a t h i s  R. e.a. Reactive oxygen species and ethylene play a positive role in lateral root base nodulation of a semiaquatic legume. PNAS, 2003, 100: 11789-11794.
27. R u b i o  M.C.,  G o n z a l e z  E.M.,  M i n c h i n  F.R. e.a. Effects of water stress on antioxidant enzymes of leaves and nodules of transgenic alfalfa overexpressing superoxide dismutases. Physiol. Plant., 2002, 115: 531-540.
28. Ц ы г а н о в а  А.В.,  Ц ы г а н о в  В.Е.,  Б о р и с о в  А.Ю. и др. Сравнительный цитохимический анализ распределения перекиси водорода у неэффективного мутанта гороха SGEFix--1 (sym40) и исходной линии SGE. Экологич. генетика, 2009, 7(3): 3-9.
29. P a r n i s k e  M. Intracellular accommodation of microbes by plants: a common developmental program for symbiosis and disease? Curr. Opin. Plant Biol., 2000, 3: 320-328.
30. C a t a l a n o  C.M.,  L a n e  W.S.,  S h e r r i e r  D.J. Biochemical characterization of symbiosome membrane proteins from Medicago truncatula root nodules. Electrophoresis, 2004, 25: 519-531.
31. T s y g a n o v  V.E.,  M o r z h i n a  E.V.,  S t e f a n o v  S.Y. e.a. The pea (Pisum sativum L.) genes sym33 and sym40 control infection thread formation and root nodule function. Mol. Gen. Genet., 1998, 256: 491-503.
32. L e f e b v r e  B.,  T i m m e r s  T.,  M b e n g u e  M. e.a. A remorin protein interacts with symbiotic receptors and regulates bacterial infection. PNAS, 2010, 107: 2343-2348.
33. V a n  d e  V e l d e  W.,  Z e h i r o v  G.,  S z a t m a r i  A. e.a. Plant peptides govern terminal differentiation of bacteria in symbiosis. Science, 2010, 327: 1122-1126.
34. W a n g  D.,  G r i f f i t t s  J.,  S t a r k e r  C. e.a. A Nodule-specific protein secretory pathway required for nitrogen-fixing symbiosis. Science, 2010, 327: 1126-1129.
35. T i m m e r s  A.C.J.,  A u r i a c  M.-C.,  D e  B i l l y  F.,  T r u c h e t  G. Nod factor internalization and microtubular cytoskeleton changes occur concomitantly during nodule differentiation in alfalfa. Development, 1998, 125: 339-349.
36. D a v i d s o n  A.L.,  N e w c o m b  W. Organization of microtubules in developing pea root nodule cells. Can. J. Bot., 2001, 79: 777-786.
37. D a v i d s o n  A.L.,  N e w c o m b  W. Changes in actin microfilament arrays in developing pea root nodule cells. Can. J. Bot., 2001, 79: 767-776.
38. W h i t e h e a d  L.F.,  D a y  D.A.,  H a r d h a m  A.R. Cytoskeleton arrays in the cells of soybean root nodules: the role of actin microfilaments in the organisation of symbiosomes. Protoplasma,1998,203: 194-205.
39. V a s s e  J.,  D e  B i l l y  F.,  T r u c h e t  G. Abortion of infection during the Rhizobium meliloti—alfalfa symbiotic interactions is accompanied by a hypersensitive reaction. Plant J., 1993, 4: 555-566.
40. N o v á k  K.,  Š k r d l e t a  V.,  N é m c o v á  M.,  L i s á  L. Symbiotic traits, growth, and classification of pea nodulation mutants. Rostl. Vyroba, 1993, 39: 157-170.
41. S w a r a j  K.,  B i s h n o i  N.R. Physiological and biochemical basis of nodule senescence in legumes: a review. Plant Physiol. Biochem., 1996, 23: 105-116.
42. P u p p o  A.,  G r o t e n  K.,  B a s t i a n  F. e.a. Legume nodule senescence: roles for redox and hormone signalling in the orchestration of the natural aging process. New Phytol., 2005, 165: 683-701.
43. V a n  d e  V e l d e  W.,  P é r e z  G u e r r a  J.C.,  D e  K e y s e r  A. e.a. Aging of legume symbiosis. A molecular view on nodule senescence in Medicago truncatula.  Plant Physiol., 2006, 141: 711-720.
44. Б о р и с о в  А.Ю.,  В а с и л ь ч и к о в  А.Г.,  В о р о ш и л о в а  В.А. и др. Регуляторные гены гороха посевного (Pisumsativum L.), контролирующие развитие азотфиксирующих клубеньков и арбускулярной микоризы: фундаментальные и прикладные аспекты. Прикл. биохим. и микробиология, 2007, 43(3): 265-271.
45. B r e w i n  N.,  K h o d o r e n k o  A.,  T s y g a n o v  V.E. e.a. Legume AGP-extensins in Rhizobium infection. In: Biological nitrogen fixation: towards poverty allevation through sustainable agriculture /F.D. Dakora, S.B.M. Chimphango, A.J. Valentine e.a. (eds.). Springer Science + Business Media B.V., 2008: 185-187.
46. F l o r s  V.,  T o n  J.,  J a k a b  G. e.a. Abscisic acid and callose: Team players in defence against pathogens? J. Phytopath., 2005, 153: 377-383.
47. Ц ы г а н о в  В.Е.,  С е л и в е р с т о в а  Е.В.,  В о р о ш и л о в а  В.А. и др. Анализ двойных мутантных линий для определения последовательности функционирования генов гороха (Pisum sativum L.) Sym13, Sym33 и Sym40 во время развития симбиотического клубенька. Экологич. генетика, 2010, 8(2): 3-8.
48. O l d r o y d  G.E.D.,  D o w n i e  J.A. Calcium, kinases and nodulation signalling in legumes. Mol. Cell Biol., 2004, 5: 566-576.
49. V o r o s h i l o v a  V.A.,  D e m c h e n k o  K.N.,  B o r i s o v  A.Y. e.a. Functioning of Pisum sativum genes Sym33, Sym40 and Sym41 with respect to coordinated infection thread and meristem development in symbiotic root nodules. New Phytol., 2009, 181: 913-923.
50. N a k a g a w a  T.,  K a k u  H.,  S h i m o d a  Y. e.a. From defense to symbiosis: limited alterations in the kinase domain of LysM receptor-like kinases are crucial for evolution of legume-Rhizobium symbiosis. Plant J., 2011, 65: 169-180.

CELLULAR MECHANISMS OF NODULE DEVELOPMENT IN LEGUME PLANTS

A.V. Tsyganova¹, A.B. Kitaeva¹, N.J. Brewin², V.E. Tsyganov¹

In review some cell mechanisms underlying in the base of symbiotic nodule development at different stages are considered. Special attention has been paid to rearrangements in organization of cytoskeleton elements: tubulin microtubules and actin microfilaments. The role of molecular interactions of glycoconjugates of cell surface of rhizobia and plant cells during growth of infection thread is described. The role of peroxide hydrogen in nodule development is considered.

Keywords: legume-Rhizobium symbiosis, symbiotic nodule, infection thread, bacteroid, peroxide hydrogen, tubulin microtubules, actin microfilaments, arabinogalactan protein-extensins.

Оформление электронного оттиска